Synthèse de la réunion du Réseau des Doyens des Facultés des Sciences. Tétouan, le 26 octobre 2013








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M30 : Immunologie (cours 28 heures ; Travaux dirigés 8 heures ; Travaux pratiques 12 heures)
Objectif :

Faire acquérir à l’étudiant les bases fondamentales de la discipline et le préparer aux domaines nécessitant de bonnes connaissances en immunologie.
I-INTRODUCTION
II- LES ANTIGENES
III- LES ACTEURS DU SYSTEME IMMUNITAIRE

  1. Les organes du système immunitaire

  2. Les cellules du système immunitaire

  3. Notion de balance Th1/Th2

  4. Les molécules du système immunitaire

  1. Les anticorps

  2. Le système du complément

  3. Les cytokines

  4. Les molécules de surface (complexe majeur d’histocompatibilité, récepteur des cellules T « TCR », récepteur des cellules B « BCR » et CD « clusters de différenciation»)


IV- LES MODES DE REPONSE IMMUNITAIRE

A-Immunité non spécifique (naturelle)

  1. Défenses au niveau de la peau et des muqueuses (anatomiques, biochimiques et microbiologiques –flore bactérienne-)

  2. Défenses systémiques 

  1. La réaction inflammatoire

  2. Les défenses humorales et cellulaires (immunité nutritionnelle ; cytotoxicité du complément ; interféron ; phagocytose ; cytotoxicité des cellules Natural Killers et des cellules Killers …etc.)

B- Immunité spécifique (adaptative)

  1. Immunité passive et immunité active

  2. Les phases de la réponse immunitaire spécifique

  1. Phase de reconnaissance et d’induction

  2. Phase de coopération et de différenciation

  3. Phase effectrice

  • Voie humorale

  • Voie cellulaire

  • Arrêt et Contrôle de la réponse immunitaire

C- Système immunitaire en action 

  1. Immunité antibactérienne

  2. Immunité antivirale

  3. Immunité antiparasitaire

  4. Immunité anti-tumorale


V- IMMUNOPATHOLOGIE

  1. Les déficits immunitaires congénitaux et acquis.

  2. Les allergies (hypersensibilités)

  3. Les maladies auto-immunes


Travaux dirigés (8h.):

  • Réaction antigène-anticorps

  • Techniques immunologiques


Travaux pratiques (12 h.) :

  • Technique d’immunodiffusion simple, double (Ouchterlony) et radiale.

  • Dosage des antigènes.

  • Localisation des organes lymphoïdes centraux et périphériques chez le rat ou la souris (thymus, rate, ganglions, Plaques de Peyer). Mise en suspension et test de viabilité des cellules immunitaires (thymocytes, macrophages péritonéaux …etc.).



M31 : Module de Génétique II (cours 28h ; TD : 12h ; TP : 8h)

Cours : (28H)

I. Génétique des populations (6H)

- Etude de la variabilité génétique

- loi de Hardy-Weinberg

- Mécanisme de l’évolution (sélection, migration, dérive génétique, mutation)

- Mode de croisement

- Notion d’un caractère quantitatif
II. Génétique humaine (6H)

Les maladies génétiques et maladies héréditaires

Hérédité extra chromosomique

Notion de cytogénétique : (Caryotype et aberration chromosomique de nombre et de structure)
III. Génétique moléculaire (12H)

Bases moléculaires des mutations géniques

Les systèmes de réparation

Mécanismes de recombinaison homologue (Rec A dépendant et indépendant)

Les éléments génétiques mobiles : les transposons (structure, mécanisme et intérêt)

  • Proposition de Travaux dirigés :

- Les TD sont soit des compléments du cours, soit des exercices ou encore sous forme d’analyse d’article

  • Proposition de travaux pratiques :

- Analyse de caryotype (1 séance)

- Ilustrer la recombinaison génétique. Transformation d’une bactérie RecA+ et une autre Rec A- par un plasmide qui renferme des séquences homologues (par exemples des répétitions) (2eme et 3eme Séance) 



M32 : Module de Biologie Moléculaire S5 : (cours 27h ; TD : 12h ; TP : 9h)
Cours :

I. Initiation aux techniques usuelles de biologie moléculaire (7H)

  • Méthodes d’étude des Acides nucléiques (extraction et purification)

  • Séparation des acides nucléiques et électrophorèse

  • Enzymes de restriction

  • Vecteurs de clonage (plasmides)

  • Marquage des acides nucléiques

  • Amplification par PCR

II. Le Dogme Central

  • La réplication

  • La transcription

  • La traduction

  • Régulation génétique chez les bactéries (opéron lactose et opéron tryptophane)

  • Proposition de Travaux dirigés :

  • Techniques de séparation et d’analyse des acides nucléiques : ADN nucléaires et ARN, Plasmides (Complément du cours).

  • Analyse de séquences d’ADN pour déterminer les signaux importants (Promoteurs, Shine D’Algarno, codon initiateurs, STOP, …) et déterminer le ou les ARN ainsi que la ou les protéines synthétisées (déterminer leur taille, comparaison …). Il est aussi possible et intéressant de faire des mutations et prédire leur(s) conséquence.

  • Mutations de l’opéron lactose et leurs caractérisations via les diploïdes partiels (cis et trans dominance)

  • Proposition de travaux pratiques :

  • Extraction d`ADN génomique à partir d`échantillons eucaryotes (pour simplification, chez les végétaux) et visualisation de l`ADN. (1ere Séance).

  • Extraction par lyse alcaline d’un plasmide à partir d’une bactérie et analyse par électrophorèse en gel d’agarose. Sera combiné à la manipulation le même plasmide pur sous forme native et digéré par une ou 2 enzymes de restriction. (2eme et 3eme Séance).
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