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La cryopréservation des embryons

en assistance médicale à la procréation :

Apport de la vitrification : Revue de la littérature en Mars 2010
Dr Florence BRUGNON ; MCU-PH

Biologie de la reproduction, CHU Clermont Ferrand

L’indication principale de la cryopréservation embryonnaire en AMP (Assistance Médicale à la Procréation) concerne la conservation du (ou des) embryon(s) surnuméraire(s) viables obtenus lors d’une tentative de FIV (Fécondation in Vitro) ou ICSI (IntraCytoplasmic Sperm Injection). La congélation de ces embryons surnuméraires permet d’augmenter les chances de grossesse par leur transfert intra-utérin après décongélation en cas d’absence de grossesse après le transfert d’embryon(s) frais (Guerif et al., 2009 ). La cryopréservation embryonnaire peut également être envisagée pour les patientes présentant un risque de développer un syndrome d’hyperstimulation de l’ovulation (Selman et al., 2009) ou dans le cadre de la préservation de la fertilité (Gallot et al., 2000) pour les femmes devant subir un traitement potentiellement stérilisant (chimiothérapie, radiothérapie, ..).

Les améliorations des techniques d’AMP avec notamment l’optimisation des traitements de stimulation de l’ovulation, des critères d’évaluation des gamètes et des embryons ainsi que des conditions et milieux de culture, permettent aujourd’hui d’obtenir après FIV/ICSI un nombre important d’embryons surnuméraires viables (Michelmann and Nayudu, 2006) pouvant être congelés. De plus, l’application de plus en plus étendue de la politique du transfert d’un seul embryon (Papanikolaou et al., 2006 ; Zech et al., 2007 ; Guérif et al., 2009 ) dans les centres d’AMP a pour conséquence d’augmenter de façon importante le nombre d’embryons congelés (De Sutter et al., 2003).

Lors du processus de cryopréservation embryonnaire, la formation de cristaux de glace intra- et extra-cellulaires peut endommager la structure et les fonctions des cellules constituant l’embryon (Son et al., 2009). Deux principes de congélation/décongélation ont été rapportés pour limiter cet effet sur l’embryon : (i) La congélation/décongélation dite « lente », appliquée depuis plus de vingt ans en routine dans les laboratoires d’AMP (Trounson et al., 1983 ; Zeilmaker et al., 1984) ; (ii) La vitrification/réchauffement des embryons, d’application plus récente.

Le principe de la congélation lente est une déshydratation lente et progressive de l’embryon par l’utilisation de cryoprotecteurs à faible concentration et par l’application d’une descente en température lente et contrôlée. Cette technique se décompose en différentes phases comprenant l’addition lente du milieu cryoprotecteur à concentration croissante, le refroidissement, l’induction de la cristallisation et une descente en température contrôlée de 0,3 à 0,5°C/min, puis un stockage en azote liquide. Les cryoprotecteurs utilisés respectivement pour les embryons au stade clivé sont le 1,2 propanediol et le sucrose (Lassalle et al., 1985 ; Testart et al., 1986). Le glycérol (Cohen et al., 1985) plus ou moins additionné de sucrose (Menezo et al., 1992) sont utilisés pour la cryopréservation embryonnaire au stade blastocyste. Cette méthode de congélation lente est longue, coûteuse et requiert l’acquisition et la maintenance d’un appareil de congélation avec descente en température programmée (Liebermann and Tucker, 2006). La décongélation lente se réalise ensuite par un passage progressif des embryons dans milieux cryoprotecteurs à concentration croissante afin de favoriser la réhydratation lente embryonnaire. Les premiers enfants nés après congélation/décongélation lente embryonnaire ont été rapportés en 1984 par Zeilmaker et al. Depuis, cette méthode a été appliquée de façon extensive dans les laboratoires d’AMP à travers le monde pour la congélation des embryons humains obtenus en FIV/ICSI au stade clivé ou blastocyste. Les suivis des naissances et des enfants nés après transfert intra-utérin d’embryon(s) congelé(s)/décongelé(s) montrent qu’ils sont en bonne santé et une absence d’augmentation de malformations néonatales, comparé à la population générale (Wennerholm, 2000 ;Wennerholm et al., 2009). Même si cette méthode de congélation/décongélation permet d’optimiser le taux cumulé de grossesse évolutive (pourcentage de grossesses évolutives après le transfert d’embryons frais + grosesses évolutives après transfert d’embryons congelés) (Catt et al., 2003 ; Martikainen et al., 2004 ; Terriou et al.,2006), il s’avère que le taux de grossesses évolutives par transfert intra-utérin d’embryon congelé/décongelé est beaucoup plus faible comparé au transfert d’embryon frais (Edgar et al., 2000 ; El-Toukhy et al., 2003 ). Une étude récente (Guerif et al., 2009) comparant le taux cumulatif de grossesses après transfert d’un seul embryon frais puis d’embryons congelés-décongelés (congélation/décongélation lente) au stade clivé et blastocyste n’a pas mis en évidence de différences significatives alors qu’un pourcentage plus important de grossesses évolutives était observé après le transfert intra-utérin d’un seul embryon frais au stade blastocyste, comparé au stade clivé. Ces résultats suggèrent donc la nécessité d’amélioration des protocoles de cryopréservation embryonnaire, en particulier au stade blastocyste, pour optimiser les chances de grossesse chez ces couples. Les travaux rapportés initialement chez l’animal (Rall and Fahy, 1985) puis chez l’Homme (Kasai and Mukaida, 2003 ; Youssry , 2007) plus récemment, tendent à démontrer que la vitrification est une méthode de congélation embryonnaire innovante pouvant représenter une alternative à la congélation lente (Liebermann et al., 2002 ; El-Danasouri and Selman, 2001 ; Vajta and Nagy, 2006).

La méthode de congélation par vitrification permet, par l’utilisation de concentrations importantes de cryoprotecteurs pénétrants une déshydratation embryonnaire rapide avant l’application d’une descente en température ultra-rapide (~15 000 à 30 000°C/min) par l’immersion du dispositif contenant le (ou les) embryon(s) dans l’azote liquide où ils seront ensuite stockés. Cette méthode permet ainsi l’induction d’un état vitreux sans formation de cristaux de glace intra- et extra-cellulaires (Vajta and Nagy, 2006 ; Kuwayama, 2007). Une courte durée d’exposition de l’embryon aux cryoprotecteurs pénétrants, utilisé à haute concentration pour cette méthode (Ethylene glycol, DMSO,…), permet d’éviter leur effet délétère potentiel sur la structure et les fonctions cellulaires (Vanderzwalmen et al., 2006). De plus, l’addition de saccharides non pénétrants (sucrose, glucose, fructose, raffinose,…) et/ou de macromolécules (Polyvinylpirrolidone, Ficoll,…) (Titterington et al., 1995 ; Kattera and Chen, 2006) permet de limiter la concentration intra-cellulaire du cryoprotecteur pénétrant et de sa toxicité éventuelle (Kasai et al., 2004 ; Guignot et al., 2006). Le protocole de vitrification/réchauffement nécessitant un savoir faire technique, une validation préalable de la technique par les biologistes et technicien (ne)s des laboratoires d’AMP est nécessaire afin de maitriser les courts temps d’incubation dans les milieux contenant des cryoprotecteurs à haute concentration (Dessolle et al., 2009). Des supports de cryopréservation embryonnaire dits « ouverts » (Vajta et al., 1998 ; Mukaida et al., 2002 ; Son et al., 2003)  ont été développés pour favoriser la descente en température ultra-rapide par une exposition directe de l’embryon contenu dans un faible volume de milieu cryoprotecteur avec l’azote liquide (grilles de microscopie electronique, cryoloop, hémi-paillettes, open-pulled straw, boucle de nylon, cryotop…). Néanmoins par l’utilisation de ces dispositifs ouverts, il existe un risque de transmission microbiologique par contamination de l’azote liquide lors de la congélation et/ou de la conservation (Bielanski et al., 2000). Conformément à la directive européenne du 31 mars 2004 et sa récente mise à jour datant du 8 février 2006 (définissant les exigences du conseil de l’union européenne en matière de qualité et de sécurité notamment pour le, le contrôle, la conservation et le stockage des cellules humaines) des systèmes fermés aseptiques (Kuwayama et al., 2005 ; Camus et al., 2006)  ont été développés (paillettes, cryotip,…) avec des résultats de taux de survie embryonnaire post-décongélation et de grossesses évolutives similaires à l’utilisation de systèmes ouverts (Kuwayama et al., 2005). La décongélation des embryons vitrifiés se réalise par réchauffement rapide et réhydratation par l’utilisation de solutions contenant du sucrose à concentration décroissante. Les nombreuses études rapportées chez l’animal depuis une vingtaine d’années (Vajta, 2009) ont montré une bonne survie des embryons réchauffés après vitrification et l’absence d’effet tératogène avec la naissance de portées saines notamment dans l’espèce : murine (Rall and Fahy, 1985 ; Kasai et al., 1990 ; Ali and Shelton, 1993 ; Mochida et al., 2005 ; Graves-Herring and Boone, 2009), bovine (Saito et al., 1994 ; Saha et al., 1996 ; Huang et al., 2007), porcine (Beebe et al., 2005 ; Berthelot et al., 2007 ; Cuello et al., 2008), ou équine (Carnevale, 2006). Chez l’Homme, le taux de survie embryonnaire après réchauffement est élevé (>80%) aussi bien au stade clivé qu’au stade blastocyste (Desai et al., 2007 ; Loutradi et al., 2008 ; Selman et al., 2009 ; Son et al., 2009). Le suivi des grossesses et des enfants nés après transfert intra-utérin d’embryon(s) vitrifié(s)/réchauffés(s) (Wennerholm et al., 2009) ne montrent pas d’augmentation du taux d’anomalies congénitales comparés au transfert intra-utérin d’embryons frais aussi bien au stade clivé (Desai, 2007 ; Balaban et al., 2008 ; Raju et al., 2008 ; au total 99 enfants nés ont été rapportés dans la littérature dans l’analyse de la littérature actuelle) qu’au stade blastocyste (Choi et al., 2000 ; Yokota et al., 2001 ; Son et al., 2003 ; Takahashi et al., 2005 ; Hiroaka et al., 2006 ; Mukaida et al., 2006 ; Hiraoka et al., 2007 ; Parriego et al., 2007 ; Liebermann, 2009 ; au total 683 enfants nés ont été rapportés dans l’analyse de la littérature actuelle). Par ailleurs, Mukaida et al., 2009, ont rapporté au congrès ESHRE d’Amsterdam, lors d’une communication orale, leur grande expérience de vitrification des blastocystes humains de janvier 2000 à décembre 2008. Pour les 6574 blastocystes décongelés après vitrification, le taux de survie est de 93%, le taux de grossesse est de 49,2% avec un nombre d’embryon transféré par cycle de 1,5. Le suivi néonatal des 458 garçons et des 451 filles issues du transfert de ces blastocystes vitrifiés ne montre pas d’augmentation du taux d’anomalies congénitales comparé au transfert des blastocystes frais.

Les études comparant les résultats obtenus après congélation/décongélation lente et vitrification/réchauffement d’embryons humains tendent à montrer que les taux de survie embryonnaire post-décongélation et de grossesses évolutives sont plus élevés après vitrification/réchauffement des embryons aussi bien au stade clivé (Stehlik et al., 2005 ; Rama Raju et al., 2005 ; Balaban et al., 2008 ; Loutradi et al., 2008 ; Son et al., 2009) qu’au stade blastocyste (Liebermann et al., 2006 ; Stehlik et al., 2005 ; Kuwayama et al., 2005 ; Son et al., 2009).

En conclusion, les nombreuses données de la littérature montrent clairement que la cryopréservation des embryons humains en AMP par la technique de vitrification est aujourd’hui une méthode démontrée comme étant non tératogène et permettant d’augmenter de façon significative les taux de survie embryonnaire et les chances de grossesse, comparé à la congélation lente. Compte-tenu de ces éléments, la technique de vitrification des embryons humains est utilisée aujourd’hui de façon courante dans des laboratoires d’AMP à travers le monde comme par exemple au Japon (Mukaida et al., 2003 ; Takahashi et al., 2005 ; Kuwayama et al., 2007 ; Mukaida et al., 2009), en Belgique (Vanderzwalmen et al., 2006 ; Van den Abbeel, 2009) ou aux Etats Unis (Liebermann, 2009).
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«bébé éprouvette», le 25 juillet 1978, (Louise Brown), environ quatre millions d’enfants sont nés grâce à cette technique. Or, aujourd’hui,...

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